Microscopy

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  1. Introduction
  2. Techniques
  3. Equipment
  4. Usage rules
  5. Prices
  6. Links of Interest
Microscopy

The Microscopy Service is intended to provide the scientific community infrastructure and technical support to facilitate the use of different microscopy techniques in the development of their business. The Service has the equipment necessary for the observation of specimens in optical microscopy, fluorescence microscopy and confocal microscopy, to help improve the quality of research, with a management-oriented commitment to continuous improvement and getting solid results.

Location:1st and 2nd Floor

Working hours:M-F: From 9 a.m. to 5 p.m. *

(*) Those experiments that need time past the established hours could be made prior knowledge of the technician in charge.

Techniques that provide this service are numerous. Among the options offered highlight a few:

  • Viewing and digital acquisition
    • Bright field microscopy.
    • Bright field microscopy with phase contrast.
    • Light microscopy with Nomarski interference contrast.
    • Epifluorescence microscopy.
    • Confocal microscopy or laser scanning.

      The microscope is a confocal microscope that uses an optical technique to increase the image contrast and to make thin optical sections with the possibility of three-dimensional image reconstruction. These devices are mainly used for both fluorescently labeled samples as the possibility of using light refracted: teeth, bones, are also good candidates for use with the technique of confocal microscope.
    • Microdissection of samples in brightfield or fluorescence

      Laser microdissection allows isolation of cells or tissue fractions individual microscopic preparations for analysis using molecular biology techniques. Other applications are possible, such as laser ablation, the subculture of the cells or the miniaturization of assays. It combines different technologies to allow isolation of material in paraffin, cryo, extensions, cell cultures accurately and completely free of contamination. The design provides high image quality that can locate the cells quickly and easily. The freehand drawing figures or by default to select many individual cells or groups of cells as desired. Once selected, automatically cut cells using a solid laser with high precision. The specimens are mounted on a membrane is protected by a glass slide way, which avoids contamination of the sample by environmental impurities which is crucial for any application involving RNA extraction. Microdissection for isolation of single cells or groups of cells for molecular analysis in any of the following fields:

      o Molecular Pathology
      o Cell Biology
      o Cancer Research
      o Forensics
      o Genomics / Proteomics
      o Immunology
      o Food Research
      o Neuroscience
      o Prenatal diagnosis
      o Microbiology / Virology
  • Image Analysis for integrating biomedical applications in microscopy and microscope camera control and image acquisition motorized with autofocus, interactive measurements, editing, Viewport to display multiple images and the live image from the microscope, image zoom function, overlay annotations Marks and brands without altering the original image.
  • Colocalization of fluorescence labels and surface analysis by confocal microscopy.
  • Experiments kind FRET (Förster resonance energy transfer) and FRAP (fluorescence recovery after photobleaching)
  • 3D reconstruction and quantification.
  • In vivo experiments with biological samples (incubation system for temperature and CO2).
  • Stereology in biological samples (quantitative measurements efficient, reproducible and unbiased).
  • Super Image Acquisition (scanning the entire slide).
  • Participation in the development of protocols for sample processing for microscopy (fixation techniques, staining, marking, etc..) And advice for planning projects that may require the use of confocal microscopy.
Click on the different equipment for details on features.
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Licencia on-line de cuantificación y análisis de imágenes Nikon NIS-ELEMENTS AR

  • Herramientas de procesamiento de imágenes:
    • Ajuste del color: ajuste del contraste, substracción del fondo y mezcla de los componentes de la imagen entre otros.
    • Filtros: filtros de suavización, perfilado, detección de bordes, etc.
    • Filtros Morfológicos: erosión, dilatación, funciones de separación morfológica, funciones de rellenado (rellenar agujeros, etc.) y otras (bordes, zonas de influencia, etc.).
    • Solapamiento de canales ("Merge Channels"): la función "Merge Channels" permite la creación de una imagen fusionada a partir de diferentes imágenes capturadas con diferentes filtros ópticos y bajo diferentes configuraciones de cámaras. Combina planos de color guardados en archivos separados para formar una imagen RGB.
  • Aritmética de imágenes: suma, resta, máximo y mínimo en imágenes en color.
    • Solapamiento de imágenes en el plano Z (proyección máxima, mínima etc.).
  • ​Funciones de medida:
    • Perfiles de intensidad interactivos, con cinco tipos de perfiles a elegir: línea libre, línea entre dos puntos, línea horizontal, línea vertical y poli-línea.
    • Medidas de intensidad en el tiempo, tanto en imágenes fluorescencia como para campo claro, contraste de fases, Hoffman o Nomarski DIC. Estas medidas pueden realizarse en una o varias zonas de la muestra al mismo tiempo y pueden ser llevadas a cabo directamente en la imagen en vivo.
    • Medidas interactivas: área, perímetro, distancias horizontales, verticales y arbitrarias, ángulos, contaje y clasificación de estructuras.
    • Medidas automáticas. NIS-ELEMENTS permite medir automáticamente alrededor de 30 parámetros diferentes de la muestra incluyendo medidas de longitud, área, forma, uniformidad, densidad y parámetros colorimétricos.
  • Todas las medidas pueden ser exportadas fácilmente a Excel.
  • Deconvolución.

La adaptación del software a aplicaciones específicas es posible mediante la grabación y ejecución de macros. Adicionalmente NIS-ELEMENTS AR permite mediante un potente lenguaje de programación poder crear aplicaciones nuevas o modificar las existentes en el propio software.

Licencia on-line de cuantificación y análisis de imágenes Nikon NIS-ELEMENTS AR
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Laser Microdisector MMI-SLML on Nikon inverted fluorescence microscope ECLIPSE TE2000-S

Sistema equipado para la visualización de imágenes en campo claro, dispone de contraste de fases, de fluorescencia y microdisección de fracciones de tejido.

Objetivos: 4x, 10x, 20x, 40x.

Filtros: DAPI, GFP, TRITC, FITC.

Microdisector láser.jpg

[2ª Planta]

Laser Microdisector MMI-SLML on Nikon inverted fluorescence microscope ECLIPSE TE2000-S
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Confocal microscope or laser scanning Leica TCS-SP2 spectral

Posee láseres con las líneas de excitación 458, 476, 488, 514, 543 y 633 nm.

Filtro AOTF (permite ajustar la potencia de láseres).

Objetivos 10x, 20x, 40x Oil, 100x Oil.

Detección de 2 canales de fluorescencia y 1 canal de luz transmitida.

Software de análisis de imagen (Multicolor Package, Materials Package, Physiology, 3D Visualization).

 

[2ª Planta]

Confocal microscope or laser scanning Leica TCS-SP2 spectral
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Scanning confocal microscope Leica TCS laser spectral-SP2-AOBS

Posee láseres con las líneas de excitación 405, 458, 476, 488, 496, 514, 561, 594 y 633 nm.

Filtro AOTF (permite ajustar la potencia de láseres).

Filtro AOBS (permite mayor libertad de selección de recogida de emisión).

Objetivos 2.5x, 10x, 50x, 20x Glyc, 63x Glyc, 40x Oil, 63x Oil

Detección de 4 canales de fluorescencia y 1 canal de luz transmitida

Software de adquisición y análisis de imagen (FRAP, FRET, Multicolor Package, Materials Package, Physiology, 3D Visualization).

Sistema de incubación para la temperatura y CO2.

 

[1ª Planta]

Scanning confocal microscope Leica TCS laser spectral-SP2-AOBS
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Direct fluorescence microscope Olympus BX-61

Sistema equipado para la adquisición de imágenes en campo claro, contraste interferencial de Nomarski, y de fluorescencia.

Objetivos 2x, 4x, 10x, 20x, 40x, 100x Oil

Filtros DAPI, FITC, TRITC.

 

[1ª Planta - área Neurociencias]

Direct fluorescence microscope Olympus BX-61
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Direct fluorescence microscope Olympus BX-61 for stereology (CAST GRID)

Equipo de estereología para mediciones cuantitativas eficientes, reproducibles y no sesgadas. CAST permite la estimación de:

  • Número de células y estructuras mediante el disector óptico.
  • Longitudes de estructuras y de contornos de superficies: mediante el estimador de segmentos de líneas y de líneas.
  • Areas: mediante el estimador de puntos (principio de Cavalieri), de segmentos de líneas, de marcos de contaje, de cicloides y de líneas.
  • Volúmenes (total, fracciones y local): mediante el estimador de puntos (principio de Cavalieri), de segmentos de líneas y de líneas.
  • Además permite la integración de todos los estimadores (sondas geométricas) sobre la misma muestra en imagen en vivo.

Microscopio de fluorescencia directo con motorizaciones de los ejes X, Y, Z.

Objetivos 2x, 4x, 10x, 20x, 40x, 100x Oil

Filtros DAPI, FITC, TRITC.

 

[2ª Planta]

Direct fluorescence microscope Olympus BX-61 for stereology (CAST GRID)
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Direct fluorescence microscope Olympus BX-61 for stereology (NEWCAST)

Equipo de estereología para mediciones cuantitativas eficientes, reproducibles y no sesgadas. CAST permite la estimación de:

  • Número de células y estructuras: mediante el disector óptico.
  • Longitudes de estructuras y de contornos de superficies: mediante el estimador de segmentos de líneas y de líneas.
  • Areas: mediante el estimador de puntos (principio de Cavalieri), de segmentos de líneas, de marcos de contaje, de cicloides y de líneas.
  • Volúmenes (total, fracciones y local): mediante el estimador de puntos (principio de Cavalieri), de segmentos de líneas y de líneas.
  • Permite la integración de todos los estimadores (sondas geométricas) sobre la misma muestra en imagen en vivo.

Además tiene control de motorización en eje Z /(X/Y) para uso del disector óptico.

Adquisiciones de Super imágenes (barrido de todo el portaobjetos).

Almacenamiento de imágenes para archivo y su posterior modificación.

Medición de longitudes, ángulos, diámetros, radios, etc. con cambio de unidades.

Microscopio de fluorescencia directo con motorizaciones de los ejes X, Y, Z.

Objetivos 2x, 4x, 10x, 40x, 60x Oil, 100x Oil

Filtros DAPI, FITC, TRITC.

Fuente de iluminación tipo LED Precis Excite, con lámpara precentrada de larga duración.

 

[1ª planta]

Direct fluorescence microscope Olympus BX-61 for stereology (NEWCAST)
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Inverted fluorescence microscope Olympus IX-71

Sistema equipado para la adquisición de imágenes en campo claro, contraste de fases y de fluorescencia.

Objetivos 4x, 10x, 20x, 40x, 60x.

Filtros DAPI, FITC, TRITC.

 

[1ª Planta - área Neurociencias]

Inverted fluorescence microscope Olympus IX-71
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Microscopio motorizado con sistema de iluminación múltiple a tiempo real

Basado en la tecnología DMD (Digital Mirror Device), el equipo Andor Mosaic 3 permite la iluminación activa de múltiples áreas de interés simultáneamente. Ello permite al equipo ser utilizado para técnicas de iluminación dinámica de la muestra. El módulo DMD se encuentra compuesto por un array de 800 x 600 micro espejos. El software NIS-Elements, al definir uno o varios ROI de cualquier tamaño o forma en la imagen, permite variar el ángulo de inclinación de los micro-espejos correspondientes a esas áreas con lo que se consigue iluminar únicamente esas áreas de la imagen.

  • Microscopio directo motorizado en Z Nikon Eclipse Ti-E.
  • Sistema de iluminación para Andor Mosaic 3
    • Sistema de iluminación con 4 LED para la visualización de DAPI (azul), GFP/FITC (verde), TRITC/TxRed (rojo) y Cy5 (Infrarrojo). Longitudes de onda de 365, 470, 535 y 635 nm
    • Sistema de iluminación con 3 LED para la visualización de DAPI, GFP/FITC y DSRed y Cy5. Longitudes de onda de 365, 470, 510-640 nm
  • ​Cámara digital ultra rápida Andor Ixon Ultra 897
  • Objetivos
    • Plan Fluor 10x/0.30 W.D. 16 mm
    • Plan Fluor 20x/0.45 ELWD 8.2-6.9 mm
    • Plan Fluor 40x/0.60 ELWD 3.6-2.8 mm
    • Plan Apo  60x/1.4 oil W.D. 0.13mm
  • Software de control Nikon NIS-Elements AR.
  • •Juego de filtros específicos de alta transmisión para DAPI, FITC y Texas Red.
Microscopio motorizado con sistema de iluminación múltiple a tiempo real
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Direct fluorescence microscopes Olympus BX-61

Sistema equipado para la adquisición de imágenes en campo claro, contraste interferencial de Nomarski, y de fluorescencia.

Objetivos 4x, 10x, 20x, 40x, 60x Oil, 100x Oil.

Filtros DAPI, FITC, TRITC, WGr (de banda ancha de emisión, sólo en el de la 1 planta).

Fuente de iluminación tipo LED Precis Excite, con lámpara precentrada de larga duración.

Software de adquisición y análisis de imagen CellSens Dimension.

Análisis de imagen intuitivo para aplicaciones biomédicas en microscopia integrando control de cámaras y microscopio motorizado y adquisición de imagines con autofocus, mediciones interactivas, edición, visualizar simultáneamente múltiples imagines y la imagen en vivo del microscopio, función zoom de imagen.

Posibilidad de adquisición en Z y experimentos de time-lapse.

 

[1ª Planta]  [2ª Planta]

Direct fluorescence microscopes Olympus BX-61
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Fluorescence microscopes inverted Olympus IX-71

Sistema equipado para la adquisición de imágenes en campo claro, contraste interferencial de Nomarski, y de fluorescencia.

Objetivos 10x, 20x, 40x, 60x, 100x Oil.

Filtros DAPI, FITC, TRITC.

Fuente de iluminación tipo LED Precis Excite, con lámpara precentrada de larga duración.

Software de adquisición y análisis de imagen CellSens Dimension.

Análisis de imagen intuitivo para aplicaciones biomédicas en microscopia integrando control de cámaras, mediciones interactivas, edición, visualización simultánea de múltiples imágenes y la imagen en vivo, función zoom de imagen.

Posibilidad de realización de experimentos de time-lapse.

 

[1ª planta] [2ª planta]

Fluorescence microscopes inverted Olympus IX-71
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FISH cariotipador System based on Olympus BX-51

2nd Floor

FISH cariotipador System based on Olympus BX-51
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Sistema de microscopía confocal de barrido de alta velocidad y alta resolución Nikon A1R+, con el sistema de super-resolución STORM y con el sistema TIRF

 

  • Microscopio invertido motorizado Nikon Eclipse Ti-E.
    • Módulo de iluminación TIRF.
    • Enfoque con sistema de autocorrección por infrarrojos (para 10x, 60x y 100x)
  • ​Láseres
    • Diodo violeta, línea de excitación 405 nm (DAPI y Hoechst)
    • Argón, líneas de excitación 457, 477, 488, 514 nm (CFP, FITC, GFP e YFP, etc.)
    • Diodo amarillo, línea de excitación 561 nm (Cy3, Texas Red, etc.)
    • Diodo rojo, línea de excitación 638 nm (Cy5, etc.)
  • Filtro AOTF (acústico-óptico sintonizable que permite ajustar la potencia de láseres)
  • Objetivos.
    • PLAN APO 10x/0.45 W.D. 4 mm
    • PLAN FLUOR 20x/0.75 Multi Inmersión.
    • PLAN APO 60x/1.40 Oil W.D. 0.13 mm
    • APO TIRF 100x/1.49 Oil W.D. 0.12 mm
  • Módulo de barrido espectral dual resonante.
    • Módulo de escaneo galvanométrico (hasta 4096x4096, rotación hasta 360º)
    • Módulo de escaneo resonante (max 15.600 lin/s, 512x512 30 fr/s)
  • Módulos de detección.
    • Detección motorizada mediante filtros.
      • · 4 canales fotomultiplicadores.
      • · 2 de ellos son del tipo GaAsP de elevada eficiencia cuántica.
    • 1 canal de luz transmitida.
      • · Intervalo de longitudes de onda: 450 – 650 nm
    • Módulo de detección espectral.
    • Sistema de detección multianódico de 32 canales.
    • Intervalo de longitudes de onda de detección: 400 – 750 nm
  • Cámara digital en color (resolución máxima 2.560 x 1.920 píxeles).
  • Software de adquisición de imagen.
    • FRAP, FRET.
  • Software de análisis de imagen.
    • Multicolor Package.
    • Módulo de enfoque en profundidad extendido.
    • Software de control Nikon NIS-Elements C
    • Physiology (in vivo cell imaging)
    • 3D Visualization (stereo images, animations, slicing)
    • Materials Package (Análisis de superficie y de rugosidad)
  • ​Sistema de control ambiental de las muestras OKOLAB H201 para la temperatura, humedad, O2 y CO2
  • Posibilidad de experimentos in vivo con perfusión.
  • Sistema de super-resolución STORM: Permite la adquisición de imágenes una resolución espacial en XY de 20 nm y 50 nm en Z. La técnica STORM utiliza fluoróforos fotoactivables que son activados y desactivados de forma aleatoria mediante luz de diferentes longitudes de onda para identificar la posición de cada fluoróforo aisladamente de una forma altamente precisa. El equipo STORM permite trabajar con pares de fluoróforos “Activador / reporter”, siendo el reporter Alexa 647. La imagen final se consigue mediante la superposición de las imágenes obtenidas en cada ciclo. La excepcional resolución óptica obtenida en la imagen final es posible debido a la localización altamente precisa (de hasta 1 nanómetro) de las diferentes moléculas fluorescentes de la muestra.
  • Sistema de iluminación láser.
    • Láser de 405 nm y potencia a la salida de la fibra de 20mW
    • Láser de 488 nm y potencia a la salida de la fibra de 50mW
    • Láser de 561 nm y potencia a la salida de la fibra de 50mW
    • Láser de 647 nm y potencia a la salida de la fibra de 125mW
  • Cámara digital de captura de imagen Andor Ixon3 897
Sistema de microscopía confocal de barrido de alta velocidad y alta resolución Nikon A1R+, con el sistema de super-resolución STORM y con el sistema TIRF

In general

The content of these rules affect all computer users microscopy of IBIS.

  • It is the responsibility of each user to comply rules correctly. Technician is responsible Microscopy detect malpractices in the use of equipment and transmit them to the cause and their users responsible researchers. It is the responsibility of each IR enforce the rules, or complain to the school management misuse repetitive.
  • You can request the Service Research Groups IBIS. Prior permission from the address IBIS, different groups may request services of the Hospital Universitario Virgen del Rocío (HUVR), University of Seville, as well as other universities and public research centers and private companies.
  • Users belonging to IBIS Research groups have priority over others in the use of the services offered by the Service.
  • You are not allowed to use the equipment without having enough knowledge to management.
  • Users will be advised and assisted by the staff of the Service.
  • If you have no knowledge of the workings of a computer, you should contact the technician and get a basic training prior to deployment.
  • It is strictly forbidden to use microscopes if you have any eye infection.
  • It is strictly prohibited to any beverage or food to the rooms of microscopes.
  • Data recording is done via intranet, server enabled for it. The form of remote access to the server will ask the Responsible Computing email: fcazorla-ibis@us.es.
  • The coach is not responsible for loss or damage unforeseen files folders data in computers. It is therefore recommended that each user save data after each work session.
  • Every Monday morning there will be a reset disk storage server.
  • It is strictly forbidden to use the equipment for a purpose which is not exclusively his.
  • It is mandatory cleaning with a tissue in case of medium spill on this or any other substance.
  • You need to put the covers to microscopes to prevent contamination or damage.
  • The work site must be left clean, no gloves, no papers ... so the next user does not waste time.

Users who do not comply with the general rules admonish them with loss of use of a time. If failure persists, notify the IR group.

Rules for use of fluorescent microscopes

  • Conventional mercury lamps can be turned off no earlier than 15 minutes after ignition. A new mercury lamp should light off no earlier than 30 min of cooling.
  • Do not turn off once the mercury lamp X-cite once ignited. Wait at least 10 minutes.
  • If you accidentally turn off the lamp X-cite and on again very soon, the lamp will not light up your cool ("Cool") and subsequent automatic start.
  • When the job must be placed in order of increasing minimum, such as 10x.
  • Do not touch the centering of the mercury lamp.
  • Do not touch with your hands the optical parts of the equipment: objectives, eyepieces. Check the cleanliness of the eye after finishing work.
  • You may not work when the slide is stained with mounting medium or excessively sealant or sealant has not been dry since they can damage the objectives and deck staining microscope.
  • It is necessary to pay special attention to not stain dry objectives after working with oil immersion. It can happen when using the equipment improperly. Routinely should not dry clean lenses.
  • You must clean the oil immersion objectives. To do this you have to use only the specific role prepared for this purpose. You can not use any other type of paper or chemical.
  • 40x objectives are not oil!
  • All teams have an agenda to target wearing schedule and reservations, which are required to be listed: legible name and number of laboratory of origin, the estimated times for stock or use, or not use immersion oil The number of hours is displayed fluorescence lamp at the beginning and end of the session (on the back of the book) and any type of incident is observed (dirty lens, microscope without cover, etc.).
  • Upon completion of the work in case of use of the mercury lamp (for fluorescence) check that the next user does not need it. If you can not locate it to proceed off the mercury lamp and the point of time of shutdown.
  • You need to put the covers to microscopes to prevent contamination or damage.
  • If a user decides to cancel your reservation you must make sure that the microscope and mercury lamp are off and the cover on.
  • Be especially careful when handling the plates with live cells. If spilled the culture medium should be cleaned immediately with a tissue, leaving both microscopes as the work area clean.

Service Standards confocal microscopy

  • The use of confocal microscopes will be made by the service technician or person authorized by it after checking the necessary knowledge.
  • The coach is the only person authorized to perform manipulations involving some assembly on your computer, for example changing lamps.
  • The objectives of these teams are prepared to work with coverslip of 0.17 mm thick.
  • Due to the size of the files that are created in such experiments is necessary for users to record their data after the session.
  • When the job must be placed in order of increasing minimum, such as 10x.
  • Reservations will be made by the hour, but the pricing will be quarter-hour. Such reservations may be made with a maximum of two weeks and at least 48 hours in advance, unless duly justified cases.
  • We inform all users under the rules of this SMC update reserves will be 4 hours maximum per person per day. A user can book a maximum of 8 hours per week on a computer.
  • Reservations can be canceled as soon as possible. In any case, before the start of the session reserved. They wait 15 minutes courtesy before allowing another user to use the microscope.
  • Technical staff will be responsible for making reservations and monitor the proper use of them, in any case ensure optimum use of the available hours.
  • Mercury lamps can be turned off no earlier than 15 minutes after ignition. A new mercury lamp should light off no earlier than 30 min cooling.
  • While preparing the finished corporate website for booking and use of school equipment (3 months approx.), The form of user access to computers confocal microscopy can be performed in the following ways:
  1. Contact personally with the technician responsible (Konstantin Levitsky).
  2. Email well in advance (microscopia-ibis@us.es). By the same means the user will receive confirmation of the availability of equipment for the day and time requested.
  3. Indicating in the annual calendar entry disclosed in microscopes room on the 1st floor (name, lab time). The technician contacted personally with the user to indicate the availability of the equipment for the day and time requested.

Authorization procedure for the use of confocal

In a meeting with the responsible technician will check the knowledge of management of the microscope, the understanding of the concept of confocality, different acquisition parameters, capacity management hardware, working individually and careful with the equipment.

Below you can download the applicable fees.

For information about fees and charges applicable to our services, please contact: microscopia-ibis@us.es.

Invitrogen: Fluorescence Tutorials

BD Biosciences: Spectrum Viewer

Molecular Expressions Optical Microscopy Primer

Olympus filter information

Nikon

Molecular probes

Jackson ImmunoResearch

Ca2+ indicators

Microdisección por láser